Tiere
Die Experimente wurden in Übereinstimmung mit dem National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals durchgeführt. Die Protokolle wurden von der lokalen Tierethikkommission (Committee Charles Darwin no. 5, register nos. 9529 and 26889) genehmigt und in Übereinstimmung mit der Richtlinie 2010/63/EU des Europäischen Parlaments durchgeführt. Männliche Long-Evans-Ratten im Alter zwischen 2 und 12 Monaten und männliche WT-Mäuse (C57BL/6J) im Alter von 9 Wochen wurden von Janvier Laboratories bezogen; P23H (Linie 1) männliche transgene Ratten (9–22 Monate) wurden lokal aufgezogen.
Plasmidklonierung und AAV-Produktion
Plasmide enthaltend die E. coli mscL Sequenz in der WT-Form und mit der G22S-Mutation wurden von Francesco Difato erhalten (Addgene-Plasmide Nr. 107454 und Nr. 107455)28. Um auf RGCs abzuzielen, den SNCG-Promotor31 wurde in ein AAV-Rückgrat-Plasmid eingefügt, das die mscL Sequenz, die mit dem tdTomato-Gen und dem Kir2.1-ER-Exportsignal fusioniert ist, um die Expression an der Plasmamembran voranzutreiben. Für die intravitreale Verabreichung wurde ein AAV2.7m8-Vektor verwendet. Für das Targeting von Neuronen in den kortikalen V1-Schichten wurde der SNCG-Promotor durch den CamKII-Promotor ersetzt und ein AAV9.7m8-Vektor gewählt. Rekombinante AAVs wurden durch das Plasmid-Cotransfektionsverfahren hergestellt und die resultierenden Lysate wurden durch Iodixanol-Reinigung gereinigt31.
US-Stimulus
Es wurden drei fokussierte US-Wandler mit unterschiedlichen Mittenfrequenzen verwendet: 0.50 MHz (Durchmesser, Ø = 1.00″ = 25.4 mm; Brennweite, f = 1.25″ = 31.7 mm) (V301-SU, Olympus), 2.25 MHz (Ø = 0.50″ = 12.7 mm, f = 1.00″ = 25.4 mm) (V306-SU, Olympus) und 15.00 MHz (Ø = 0.50″ = 12.7 mm, f = 1.00″ = 25.4 mm) (V319-SU, Olympus), entsprechend numerischen Aperturen von F/Ø = 1.25 und 2.00. Schallfelder, die von diesen drei fokussierten Wandlern abgestrahlt werden, sind in Abb. 1 (Simulationen) und Extended Data Abb. 3 (experimentelle Messungen). Ein TiePie Handyscope (HS5, TiePie Engineering) wurde verwendet, um die Stimulus-Wellenform zu erzeugen, die dann durch einen 80-dB-HF-Leistungsverstärker (VBA 230-80, Vectawave) geleitet wurde, der mit dem Wandler verbunden war. Die Wandlerdruckausgaben (Druck im Fokus, dreidimensionale (3D) Druckkarten) wurden in einem Tank mit entgastem Wasser mit einem Royer-Dieulesaint-Heterodyn-Interferometer gemessen47. US-Stimuli, die für die Ex-vivo- und In-vivo-Stimulation verwendet wurden, hatten die folgenden Eigenschaften: 1 kHz Pulswiederholungsfrequenz mit einem Arbeitszyklus von 50 %, Beschallungsdauer zwischen 10 und 200 ms und Interstimulus-Intervall zwischen 0.01 und 2.00 s. Die akustischen Spitzendrücke lagen im Bereich von 0.11 bis 0.88 MPa, 0.30 bis 1.60 MPa und 0.20 bis 1.27 MPa für die 0.50-, 2.25- bzw. 15.00-MHz-Wandler. Die entsprechenden geschätzten räumlichen Peak-Puls-Durchschnittsintensitätswerte (Isppa) waren 0.39–25.14, 2.92–83.12 und 1.30–52.37 W cm-2.
Intravitreale Genabgabe und Bildgebung der Netzhaut
Ratten wurden betäubt48 und AAV-Suspension (2 µl), die zwischen 8 und 14 × 10 enthält10 Viruspartikel, wurde in die Mitte des Glaskörperraums injiziert. Einen Monat später wurde an den injizierten Augen eine tdTomato-Fluoreszenzbildgebung mit einem MICRON IV-Retina-Bildgebungsmikroskop (Phoenix Research Laboratories) und Micron Discover v.2.2 durchgeführt.
MEA-Aufnahmen
Netzhautstücke wurden auf einer Filtermembran (Whatman, GE Healthcare Life Sciences) abgeflacht und auf einer MEA (Elektrodendurchmesser 30 µm; Abstand 200 µm; MEA256 200/30 iR-ITO, MultiChannel Systems) platziert, die mit Poly-l-Lysin (0.1 %, Sigma), wobei die RGCs den Elektroden zugewandt sind31. AMPA/Kainat-Glutamatrezeptorantagonist 6-Cyano-7-nitrochinoxalin-2,3-dion (CNQX, 25 μM, Sigma-Aldrich), der NMDA-Glutamatrezeptorantagonist [3H]3-(2-Carboxypiperazin-4-yl)propyl -1-Phosphonsäure (CPP, 10 μM, Sigma-Aldrich) und ein selektiver metabotroper Glutamatrezeptoragonist der Gruppe III, l-(+)-2-Amino-4-Phosphonobuttersäure (LAP4, 50 &mgr;M, Tocris Bioscience) wurden durch die Perfusionsleitung badappliziert. Lichtreize wurden mit einem digitalen Mikrospiegeldisplay (Vialux; Auflösung 1,024 × 768) geliefert, das mit einer Weißlicht-emittierenden Diodenlichtquelle (MNWHL4, Thorlabs) gekoppelt war, die auf die Fotorezeptorebene fokussiert war (Bestrahlungsstärke, 1 µW cm-2). US-Wandler wurden mit einem speziell angefertigten Kopplungskonus gekoppelt, der mit entgastem Wasser gefüllt und auf einem motorisierten Tisch (PT3/M-Z8, Thorlabs) montiert war, der orthogonal über der Netzhaut platziert war. Das reflektierte Signal des MEA-Chips und der Retina wurde mit einem US-Key-Gerät (Lecoeur Electronique) detektiert. Der Abstand zwischen Netzhaut und Wandler war gleich der Brennweite des Wandlers; dies wurde mit der Flugzeit des reflektierten Signals verifiziert. Aus RGC-Aufnahmen mit einem 252-Kanal-Vorverstärker und MC_Rack v. 4.6.2 (MultiChannel Systems) wurden Spikes mit der Spyking CIRCUS 0.5-Software sortiert49. RGC-Antworten wurden mit benutzerdefinierten Skripten analysiert, die in MATLAB (MathWorks 2018b) für die Klassifizierung als EIN, EIN–AUS oder AUS mit dem Antwortdominanzindex geschrieben wurden50. Latenzen wurden als die Zeit zwischen dem Beginn des Stimulus und dem Maximum der Ableitung der Spike-Dichtefunktion (SDF) berechnet. Zwei Klassen von US-antwortenden Zellen wurden auf der Grundlage der Latenz – SL und LL – identifiziert, indem ein Schwellenwert festgelegt wurde, der gleich dem Minimum der Latenzverteilung der Antworten von NT-Zellen auf US (45 ms) war. Wir haben den Spitzenwert ermittelt A der SDF für die Berechnung der Reaktionsdauer, die als Zeitintervall zwischen den beiden Zeitpunkten definiert wurde, für die die SDF gleich war A/e (woher A ist Spitzendepolarisation und e die Eulersche Zahl ist). Der Fano-Faktor, der die Variabilität der Spike-Zählung quantifiziert, wurde als Verhältnis der Varianz der Spike-Zählung zum Mittelwert berechnet. Der euklidische Abstand zwischen zwei aktivierten Zellen wurde entsprechend der maximalen Feuerrate der Zellen gewichtet. Das Verhältnis der Anzahl aktivierter Zellen zur Größe der stimulierten Fläche auf dem MEA-Chip wurde unter Berücksichtigung der Größe des US-Brennflecks für 2.25 und 15.00 MHz und der Größe der MEA für 0.50 MHz berechnet, da der Brennfleck größer war als die MEA für diese Frequenz. Das Zentrum der Antwort wurde geschätzt, indem die maximale Feuerrate jeder Zelle durch ihren Abstand von anderen antwortenden Zellen gewichtet wurde, und die Verschiebung der Antwort wurde als euklidischer Abstand zwischen zwei Positionen des Antwortzentrums berechnet.
Intrakranielle Injektionen
AAV-Suspensionen wurden in die rechte Hemisphäre an zwei verschiedenen Stellen bei Ratten (2.6 mm ML, 6.8 mm AP und 3.1 mm ML, 7.2 mm AP vom Bregma) oder an einer Stelle bei Mäusen (2.5 mm ML, 3.5 mm AP vom Bregma) injiziert bregma)48. Für Ratteninjektionen ist die Suspension (200 nl mit 0.2–8.0 × 1015 Viruspartikel) wurde in drei verschiedenen Tiefen (1,100, 1,350 und 1,500 &mgr;m von der kortikalen Oberfläche) mit einer Mikrospritzenpumpensteuerung (Micro4, World Precision Instruments), die mit einer Geschwindigkeit von 50 nl min betrieben wurde, injiziert-1 und 10 ul Hamilton-Spritze. Bei Mäusen ist die AAV-Suspension (1 µl mit 0.2–8.0 × 1015 virale Partikel) wurde 400 um von der kortikalen Oberfläche mit einer Geschwindigkeit von 100 nl min injiziert-1.
Extrazelluläre In-vivo-Aufnahmen
Einen Monat nach AAV-Injektionen wurde eine kleine Kraniotomie (5 × 5 mm2) wurde oberhalb von V1 in der rechten Hemisphäre durchgeführt48. Die tdTomato-Fluoreszenz wurde mit einem MICRON IV Retinal Imaging Mikroskop und Micron Discover v. 2.2 (Phoenix Research Laboratories) überprüft. Eine µEcog-Elektrodenanordnung mit 32 Stellen (Elektrodendurchmesser 30 µm; Elektrodenabstand 300 µm; FlexMEA36, MultiChannel Systems) wurde über der transfizierten Region oder in einer ähnlichen Zone für Kontrollratten positioniert. MEA-Aufzeichnungen wurden mit einer Siliziummikrosonde mit 16 Stellen durchgeführt, die um 45° zur Gehirnoberfläche geneigt war (Elektrodendurchmesser 30 µm; Abstand 50 µm; A1x16-5mm-50-703, NeuroNexus Technologies) und MC_Rack v. 4.6.2. Die MEA wurde mit einem dreiachsigen Mikromanipulator (Sutter Instruments) 1,100 &mgr;m in den Kortex vorgeschoben. US-Wandler wurden mit einem speziell angefertigten Kopplungskonus, der mit entgastem Wasser und US-Gel gefüllt war, auf einem motorisierten Tisch mit dem Gehirn gekoppelt. Der Abstand zwischen Cortex und Transducer war gleich der Brennweite des Transducers. Visuelle Stimuli wurden durch eine Weißlicht-kollimierte Leuchtdiode (MNWHL4, Thorlabs) erzeugt, die 15 cm vom Auge entfernt platziert wurde (4.5 mW cm-2 an der Hornhaut). Die Aufnahmen wurden mit 32-Kanal- und 16-Kanal-Verstärkern (Modell ME32/16-FAI-μPA, MultiChannel Systems) digitalisiert. Die µEcog-Aufzeichnungen wurden mit eigens entwickelten MATLAB-Skripten und die MEA-Aufzeichnungen mit der Spyking CIRCUS-Software und eigens entwickelten MATLAB-Skripten analysiert. Die Reaktionsdauer wurde als das Intervall zwischen den zwei Zeitpunkten berechnet, an denen das kortikal evozierte Potential gleich war A/e. Der aktivierte Bereich wurde als der Bereich der Pseudofarben-Aktivierungskarte definiert, über dem die Spitzendepolarisation den als 2 × sd des Signals berechneten Hintergrundrauschpegel überstieg. Das Reaktionszentrum wurde geschätzt, indem die Spitzendepolarisation jeder Elektrode durch ihren Abstand von den anderen Elektroden gewichtet wurde. Seine relative Verschiebung beim Bewegen des US-Wandlers wurde als euklidischer Abstand der beiden Positionen berechnet. Für intrakortikale Aufzeichnungen wurde die Zelllatenz als die Zeit zwischen dem Beginn des Stimulus und dem Maximum der Ableitung von SDF geschätzt.
Chirurgie für In-vivo-Verhaltenstests
C57BL6J-Mäusen wurde subkutan Buprenorphin (0.05 mg kg-1) (Buprécare, Axience) und Dexamethason (0.7 mg kg-1) (Dexazon, Virbac). Die Tiere wurden mit Isofluran (5 % Induktion und 2 % Aufrechterhaltung, in einem Luft/Sauerstoff-Gemisch) anästhesiert und der Kopf wurde rasiert und mit einer antiseptischen Lösung gereinigt. Die Tiere wurden mit dem Kopf auf einem stereotaktischen Rahmen mit einem Isofluran-Abgabesystem und einer Augensalbe fixiert, und ein schwarzes Tuch wurde über die Augen aufgetragen. Die Körpertemperatur wurde bei 37 °C gehalten. Nach einer lokalen Injektion von Lidocain (4 mg kg-1) (Laocaïne, Centravet) wurde ein Hautschnitt gemacht. Nach einer kleinen Kraniotomie (ca. 5.0 × 5.0 mm) wurden zwei Schrauben im Schädel fixiert2) wurde oberhalb von V1 in der rechten Hemisphäre (0.5-mm-Stahlbohrer) durchgeführt und ein Cortex-Puffer wurde appliziert. Die Kortikalis wurde mit einer TPX-Kunststofffolie (125 µm dick) bedeckt und mit dentalem Acrylzement (Tetric Evoflow) versiegelt. Für Verhaltensexperimente wurde dann ein metallischer Kopfbügel (PhenoSys) zur Kopffixierung mit Zahnzement (FujiCEM 2) auf der linken Gehirnhälfte auf den Schädel geklebt. Die Tiere wurden in eine Erholungskammer gebracht, mit einer subkutanen Injektion von physiologischem Serum und Salbe auf die Augen (Ophtalon, Centravet). Buprenorphin wurde während der postoperativen Überwachung injiziert.
Mausverhaltenstests
Mäuse wurden einem Wasserrestriktionsplan unterzogen, bis sie etwa 80–85 % ihres Gewichts erreichten. Nach Gewöhnung an die Testbedingungen36wurden Mäuse darauf trainiert, auf einen LS zu reagieren, indem sie eine freiwillige Erkennungsaufgabe durchführten: Lecken einer Wasserhose (stumpfe 18-Gauge-Nadel, ungefähr 5 mm vom Mund entfernt) als Reaktion auf Weißlicht-Vollfeldstimulation (200 und 50 ms lang) von am linken Auge (dilatiert mit Tropicamid, Mydriaticum Dispersa) über 35 Versuche pro Stimulationsdauer und somit 70 Versuche pro Tag. Wasser (~4 μl) wurde automatisch 500 ms nach dem Einschalten des Lichts durch ein kalibriertes Wassersystem abgegeben. Das Verhaltensprotokoll und die Leckerkennung wurden von einem maßgeschneiderten System gesteuert36. An den nächsten vier Tagen (zweitägige Pause am Wochenende) wurden US-Stimulationen an V1 für 50 ms bei drei verschiedenen Druckwerten (0.2, 0.7 und 1.2 MPa) abgegeben. Diese Druckwerte wurden jeden Tag in einer anderen Reihenfolge geliefert (jeweils 35 Versuche). Die Intertrial-Intervalle wurden zufällig variiert und lagen zwischen 10 und 30 s. Der 15-MHz-US-Wandler wurde mit einem speziell angefertigten Kopplungskegel, der mit Wasser und US-Gel gefüllt war, an das Gehirn gekoppelt. Die Erfolgsrate wurde berechnet, indem die Anzahl der Versuche gezählt wurde, in denen die Mäuse antizipative Lecken (zwischen dem Einsetzen des Reizes und dem Öffnen des Wasserventils) durchführten. Die vorausschauende Leckrate (Abb. 6e) für die Sitzung wurde durch Subtraktion von der antizipativen Leckrate eines Versuchs, der spontanen Leckrate (berechnet auf allen 1-s-Zeitfenstern vor jedem einzelnen Reizbeginn) berechnet (Abb. 6a) für alle Versuche) und Multiplikation mit der Erfolgsquote. Die Lecklatenz wurde berechnet, indem die Zeit bis zum ersten antizipativen Lecken nach dem Beginn des Stimulus bestimmt wurde. Die zur Analyse zurückbehaltenen Mäuse zeigten am vierten Tag nach LS eine Erfolgsrate von über oder gleich 60 %. Dann wurden leichte oder US-Sessions, die ein zwanghaftes Leckverhalten zeigten, basierend auf der Ausreißeridentifikation, die mit der ROUT-Methode durchgeführt wurde, ausgeschlossen (Q = 1 %) auf die spontane Leckrate der Sitzung, wobei die Messungen bei allen Versuchen der Sitzung im Zeitfenster von 1 s vor dem Stimulusbeginn des Versuchs gemittelt werden.
Immunhistochemie und konfokale Bildgebung
Die Proben wurden über Nacht bei 4°C mit einem monoklonalen Anti-RBPMS-Antikörper (1:500, Kaninchen; ABN1362, Merck Millipore) für die Retina inkubiert31, mit einem monoklonalen Anti-NeuN-Antikörper (1:500, Maus, Klon A60; MAB377, Merck Millipore) für Hirnschnitte48. Die Schnitte wurden dann mit sekundären Antikörpern inkubiert, die mit Alexa Fluor 488 (1:500, Esel-Anti-Maus- und Esel-Anti-Kaninchen-IgG 488, polyklonal; A-21202 bzw. A-21206, Invitrogen) und DAPI (1:1,000) konjugiert waren ; D9542, Merck Millipore) für 1 h bei Raumtemperatur. Ein Olympus FV1000 konfokales Mikroskop mit einem ×20-Objektiv (UPLSAPO 20XO mit einer numerischen Apertur von 0.85) wurde verwendet, um die Bilder von flach montierten Retinas und Gehirnschnitten zu erfassen (FV10-ASW v. 4.2 Software).
Auf den mit Fiji (ImageJ v. 1.53q) verarbeiteten konfokalen Bildern wurden RBPMS- und NeuN-positive Zellen automatisch mit dem Plugin „Analyze Particles“ gezählt. Die Zellen wurden manuell von zwei verschiedenen Benutzern mit dem Plugin „Zellzähler“ gezählt. Die Quantifizierung wurde durchgeführt, indem konfokale Stapel in mindestens vier zufällig ausgewählten transfizierten Regionen von 0.4 mm aufgenommen wurden2 (Erweiterte Daten Abb. 1). Für V1-Neuronen wurde für jedes Tier der sagittale Hirnschnitt mit der größten tdTomato-Fluoreszenzzone ausgewählt. Eine interessierende Region wurde in V1 manuell definiert und die Quantifizierungen wurden in mindestens sechs zufällig ausgewählten Regionen von 0.4 mm durchgeführt2.
US-induzierte Gewebeerwärmungssimulationen
Zur Abschätzung thermischer Effekte wurde ein dreifacher Prozess verwendet: (1) Simulation der von den drei Wandlern erzeugten akustischen Felder mit realistischen akustischen Parametern; (2) Verifizierung, dass nichtlineare Akustik keine wichtige Rolle bei der Wärmeübertragung spielte; und (3) realistische Simulationen der Wärmeübertragung und des Temperaturanstiegs, die im Brennpunkt durch US in einem linearen Regime für die in dieser Studie verwendeten Parameter induziert werden.
Für nichtlineare Simulationen haben wir die k-Wave-Toolbox von MATLAB verwendet, indem wir die Geometrie des Wandlers in drei Dimensionen definiert und die folgenden Parameter für das Ausbreitungsmedium (Wasser) verwendet haben: Schallgeschwindigkeit, c = 1,500 ms-1; volumetrische Masse, ρ = 1,000 kgm-3; Nichtlinearitätskoeffizient, B/A = 5; Dämpfungskoeffizient, α = 2.2 × 10-3 dBcm-1 MHz-y; Frequenzpotenzgesetz des Dämpfungskoeffizienten, y = 2 (ref. 51). Wir haben quasi-monochromatische 3D-Wellenfelder mit langen Bursts von 50 Zyklen simuliert; Dies gab uns das maximale Druckfeld in drei Dimensionen sowie die Wellenform im Fokus. Die Simulationen wurden kalibriert, indem der Eingangsdruck (Erregung des simulierten Wandlers) angepasst wurde, um den im Wassertank mit echten Wandlern gemessenen Druck im Fokus zu erreichen. Der Brennfleckdurchmesser bei voller Breite und halber Maximalbreite (FWHM) in der x-y Ebene war 4.360, 1.610 und 0.276 mm, und die Länge der Hauptachse in der x-z Ebene betrug 32.3, 20.6 und 3.75 mm für die 0.50-, 2.25- und 15.00-MHz-Wandler (Abb. 1b–d). Nichtlineare Effekte wurden bewertet, indem der relative harmonische Inhalt der Wellenform im Fokus geschätzt wurde. Im Beispiel des 15-MHz-Fokuswandlers in Abb. 1d, wurden die experimentellen und simulierten Signale am Brennfleck verglichen und für hochgradig übereinstimmend befunden (Extended Data Abb. 4a). Außerdem liegt die Amplitude der zweiten Harmonischen 19.8 dB unter der Grundwelle (20.9 dB im simulierten Fall), was bedeutet, dass wenn die Grundenergie ist E, die zweite Harmonische hat Energie E/95 (Erweiterte Daten Abb. 4b). Daher können wir die nichtlinearen Effekte in den Berechnungen der thermischen Effekte vernünftigerweise vernachlässigen, da sie ~1% der beteiligten Energie ausmachen. Die gleichen Schlussfolgerungen wurden bei 0.5 MHz und 15.0 MHz gezogen. Lineare Wellenausbreitungsnäherungen verringerten die Rechenkosten der Simulationen beträchtlich. Lineare Ausbreitungssimulationen wurden mit der Field II-Toolbox in MATLAB durchgeführt52,53, im monochromatischen Modus, mit den gleichen Medieneigenschaften wie k-Wave (Wasser), um die 3D-Maximaldruckfelder zu erhalten. Diese maximalen Druckfelder wurden verwendet, um einen Wärmequellenterm zu bilden (Q_{mathrm{US}} = frac{{alpha _{mathrm{np}}p_{mathrm{max}}^2}}{{rho _mathrm{b}c_mathrm{b}}}), Wobei αnp ist der Absorptionskoeffizient des Gehirns bei der betrachteten Frequenz (59.04 Np m-1 bei 15 MHz, berechnet aus αEinnahme von Medikamenten = 0.21 dBcm-1 MHz-y und y = 1.18), die Volumenmasse des Gehirns ρEinnahme von Medikamenten = 1,046 kgm-3, die Schallgeschwindigkeit des Gehirns cEinnahme von Medikamenten = 154 s-1 und pmax ist das 3D-Maximaldruckfeld. Dieser Quellterm wurde dann bei der Auflösung einer Biowärmegleichung nach Penne verwendet (rho _{mathrm{brain}}C_{mathrm{brain}}timesfrac{{partial T}}{{partial t}} = mathrm{div}left( {K_mathrm{t}timesnabla T} right) – rho _{ mathrm{Blut}}C_{mathrm{Blut}}P_{mathrm{Blut}}links( {T – T_mathrm{a}} rechts) + Q) in k-Wave, wo CEinnahme von Medikamenten ist die spezifische Wärmekapazität des Blutes (3,630 J kg-1 ° C-1), Kt ist die Wärmeleitfähigkeit des Gehirns (0.51 W m-1 ° C-1), ρBlut ist die Blutdichte (1,050 kg m-3), CBlut ist die spezifische Wärmekapazität des Blutes (3,617 J kg-1 ° C-1), PBlut ist der Durchblutungskoeffizient (9.7 × 10-3 s-1), Ta ist die arterielle Temperatur (37 °C), Q = QUS + ρEinnahme von MedikamentenγEinnahme von Medikamenten und γEinnahme von Medikamenten ist die Wärmeerzeugung des Gehirngewebes (11.37 W kg-1) (ref. 54,55). Die Anfangsbedingung für die Gehirntemperatur wurde auf eingestellt T0 = 37 °C.
Diese Simulation entspricht dem Worst-Case-Szenario bezüglich des gegebenen Temperaturanstiegs. (1) Die Schallausbreitung wird nur in Wasser simuliert (nicht herabgesetzter Wert), mit einem niedrigeren Dämpfungskoeffizienten (2.2 × 10-3 dB cm MHz-2.00) als das Gehirn (0.59 dB cm MHz-1.27), auch wenn ein Teil der Ausbreitung im Gehirn stattfindet. Der pmax Karten werden daher überschätzt. (2) Die thermische Absorption wird nur im Gehirngewebe simuliert, mit einem höheren Absorptionskoeffizienten (0.21 dB cm MHz-1.18) als Wasser, auch wenn sich ein Teil des maximalen Druckfeldes tatsächlich im Wasser des akustischen Koppelkegels befindet. Deshalb, QUS wird leicht überschätzt. Wir kartierten die Temperatur in drei räumlichen Dimensionen und in der Zeit und suchten nach dem Punkt des maximalen Temperaturanstiegs (Erweiterte Daten Abb. 4c–f).
statistische Analyse
Statistische Analysen wurden mit der Prism-Software (Prism 9, GraphPad) durchgeführt. Werte werden als Mittelwerte ± Standardfehler des Mittelwerts (sem) auf Abbildungen und im Text ausgedrückt und dargestellt, sofern nicht anders angegeben. Die Daten wurden in ungepaarten Welch's analysiert t-Tests (zweiseitig) oder ein ungepaartes Vielfaches t-Test mit Sidak-Bonferroni-Korrektur für Mehrfachvergleiche. Statistische Tests sind in den Abbildungslegenden angegeben.
Berichtzusammenfassung
Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie im Nature Portfolio-Berichtszusammenfassung mit diesem Artikel verlinkt.
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- Quelle: https://www.nature.com/articles/s41565-023-01359-6
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